近年来,在临床试验中使用和批准用于治疗的单克隆抗体的数量大大增加,用于肿瘤治疗、自体免疫性疾病、过敏症、移植、抗独特型疫苗等。单抗生产的优化通常是通过尝试不同的生物反应器运行模型和工艺参数来完成,但实际上,宿主细胞类型、大小、周期、生产的特性、转染的载体/启动子,转染的方法、克隆选择、转录后调节、生长培养基等因素，对于最终的表达水平有重大的影响。因此，单克隆抗体生产的优化应该在过程的前几步就开始，而不仅仅在生物反应器中培养的过程。
2表达系统哺乳动物细胞是用于生产单抗在内的商业化治疗性蛋白产品的主要宿主细胞。而中国仓鼠卵巢细胞（CHO细胞）是目前大规模生产单抗最常用的宿主细胞。CHO细胞在抗体的实验室制备以及工业级的生产中起着越来越重要的作用。CHO细胞产品具有以下特点：人体应用安全、糖结构与天然的人单克隆抗体相似、易于转染、基因扩增系统强大、易于适应悬浮培养和无血清培养基、高密度生长的能力，因此非常合适用于大量单克隆抗体稳定生产。
其他用于大规模生产的细胞为骨髓瘤细胞，如SP2/0,YB2/0,NS0P3X63.Ag8.也能高密度生长、悬浮培养、无血清培养。这些细胞的使用频率低，但也有至少4个获得FDA批准的生物药物是用这些细胞生产的。杂交瘤细胞也广泛用于单克隆抗体生产，但他们对环境变化、细胞生长过程中会产生有毒的化学物质、生物反应器中剪切力和气泡的损害都比较敏感,这使得这些细胞的大规模培养变得复杂，使得这些细胞的使用减少。
人们逐渐对其他的单克隆抗体生产细胞株产生兴趣，如BHK细胞、HEK-细胞以及人PER-C6细胞。最终表达量不仅与宿主细胞的特性相关，更是依赖于宿主细胞、表达载体、转染及挑选策略这些因素的组合。
3.转染转染包括一系列步骤：从表达载体的设计、转化方法的确定、表达系统和DNA传送系统到选择最适合的转染细胞。
3.1表达载体用于转入哺乳动物细胞的表达载体应该具有以下特征:1)表达水平独立于在染色体中的整合位点；2）表达水平与整合基因的拷贝数及表达水平的维持有关。在哺乳动物细胞中的表达需要一个能驱使mRNA转录的启动子/增强子组合和一段能稳定或增强初级转录本翻译的序列组成的盒框。
对于在哺乳动物中表达重组抗体而言，通常采用已知对这个细胞株特别有效的启动子/增强子组合。最常使用的启动子/增强子组合来源于猴空炮病毒（SV40）和巨细胞病毒（CMV）。来自SV40和牛生长激素基因的多聚腺苷酸化信号被认为可延长mRNA在细胞质中的半衰期并使其有效翻译，在哺乳动物表达盒框中最常用。Kozak序列是围绕哺乳动物基因的起始密码子用于提高目的基因mRNA翻译起始的最佳的一致序列。
当用于构建稳定表达细胞株时，会加入一段标记基因。这通常会降低转染效率和存活细胞数，但这些存活的细胞拥有产生高质量重组蛋白的能力。
在转染以前可以将质粒线性化处理，另外，超螺旋的质粒进入细胞核后1-2小时内也会转化成线性结构。质粒DNA分子随机整合进入宿主基因组。
整合位点是影响转录率的主要因素,这一现象称为位置效应。质粒DNA在宿主细胞基因组中随机插入，根据整合位点，表达量可能高也可能低，甚至不表达，而重组的基因可能随着时间失去表达能力。为克服位置效应，人们已经开发出多种策略。例如，在载体两侧采用抗阻遏元件（如表达增强序列元件）、将载体特异地整合入开放染色体的位点或者使用核调控因子（核基质附着区或支架附着区）。
某些情况下，需要在调控诱导下表达产品，而不是稳定连续地表达。诱导表达系统包括热休克诱导表达、重金属诱导表达、糖皮质激素诱导表达。但因为这些诱导表达系统产生的效应影响范围广、本底表达高，研究者开发出Lac/IPTG、四环素、链霉阳素系统等。
单克隆抗体的重链和轻链需要按照最佳的理论配比比例表达。为此，采用了不同的载体设计策略。最常见的是为重链、轻链各设计一个载体，共同转染进入宿主细胞。相对表达量的控制是通过转染细胞的载体量来进行的。因为整合位点的位置效应和细胞之间转染数量的不均衡，这种控制通常是最不准确的。将不同基因放在同一载体中，使用同样的启动子，可以准确控制表达基因之间的比例，但这会引入重组事件的风险。另一种策略是采用同一载体，重链、轻链各自使用不同的启动子。
3.2转染方法可以根据应用方式、经济的和技术的因素，选择使用不同的转染方法和转染系统，选择稳定转染或者瞬时转染。
3.2.1稳转与瞬转生产临床或商品化单抗通常使用稳转的方法，获得长期连续的表达。稳转通常加入标记基因以确定外源基因整合入宿主细胞染色体。稳转需要大量人力劳动、时间和仪器/资源的投入，因此需要更经济快捷的方式，如瞬转。瞬转与稳转过程相似，区别是不需要那些用来鉴定和选择在转染过程中质粒转入基因组的细胞的步骤。但瞬转的方式外源DNA在染色体外，其表达量少，还不适用于大量表达，但适用于高通量筛选过程、体内评估和早期的产品分析。
最常用的标记基因是二氢叶酸还原酶（DHFR）和谷氨酰胺合成酶（GS）。DHFR表达系统是基于编码DHFR酶的dhfr基因，通常用于CHO细胞。DHFR酶参与核苷酸代谢，催化二氢叶酸转化四氢叶酸。转染成功的细胞获得了对遗传霉素（geneticin）的抗性。克隆筛选在缺乏hypoxanthine和thymidine（H/T）和含遗传霉素的培养基中进行。另外，该筛选系统还可以通过增加MTX（一种DHFR抑制剂）提高选择压力，筛选获得目的基因扩增的克隆。GS筛选系统的原理是利用谷氨酰胺代谢：对于本身缺乏GS的细胞系，可以通过GS标记，在缺乏谷氨酰胺的本身培养基中进行选择筛选；而对于本身能够合成足够G的细胞系，可以采用类似DFHR的方法，加入能抑制内源性GS活性的抑制物MTS，这样只有那些转染了额外GS活性的细胞得以生存。
3.2.2.DNA传送系统DNA传送系统包括磷酸钙沉淀、电转、脂质体转染和多聚体转染。
磷酸钙沉淀最早被Graham等在年提出，是应用最广泛的方法之一，主要基于DNA形成沉淀或复合物以內吞膜泡的方式进入哺乳动物细胞，该方法价格低廉且对多种细胞类型适用。缺点是效率和可重现低。尽管有一些改进策略,如转染后加入DMSO、甘油或氯喹处理增加表达量，但转染效率仍然较低，且转染过程需要培养基中有血清，转染的结果非常依赖于操作过程中的微小变化。
电转是一种简单快速的转染方法，通过脉冲电场扰乱细胞质膜的电压差，形成可逆的小孔允许DNA进入细胞。运用该方法转染后细胞的生存率变低，通常用于需要快速和小量生产的小规模实验。
脂质体转染和多聚体转染可能是最简单的可用于多种细胞的方法。前与者在有或没有血清的情况下都可以使用，粘附细胞或悬浮细胞。后者可用于无血清的悬浮培养物种。
3.3选择转染后，通过标记基因来筛选能产生目标单抗的细胞，转入第二个培养容器中，放大培养。这些克隆根据细胞生长状况、单抗产物浓度。选出的细胞进行下一轮的培养和分析，来确认产量水平是否得以维持。最初选择的细胞克隆的产量可能不理想，可以通过增加选择压力（MTX,MTS）来增加拷贝数，进而提高表达水平和产量。
除了蛋白测定浓度外，在无血清培养基中形成克隆的能力、抗凋亡能力、细胞特征（细胞大小被认为是产量的主要细胞学影响因素）、适合的生产动力学、产物形成的稳定性、在压力和剪切力条件下细胞的健壮性，特别是生产过程中稳定地产生单抗的能力，这些因素对生产过程非常重要，也应当也包括在选择过程中。一般要求工作细胞库建库后至少60代的生产水平是稳定的。这在选择压力下是通常稳定的，但没有选择压力的情况下，就有不稳定的迹象。而选择压力的毒性会导致高成本、复杂的下游纯化工艺。因此在不使用这些选择有毒物质的同时保证稳定性变得非常重要。利用FHIS技术来研究整合位点是否属于已知的影响产品稳定性的位点，可能非常有用。这样可以排除那些不稳定表达的细胞，不需要浪费时间对这些细胞进行很长时间的传代稳定性实验。
FACS被用于基于细胞特征的快速筛选，例如，Borth等开发的单细胞分泌实验可以测量单个细胞的分泌能力，然后使用流式细胞分选结合培养物条件，可以高效地选出想要的细胞，免去在筛选过程中进行生长相关的生产动力学研究。多参数FACS结合双色荧光报告基因的方法不需要重复的准备工作和繁重的工作流程，在12周内，经过1轮FACS，单抗产量提高38倍。
4细胞工程学近年来，人们通过抗凋亡、代谢工程、低温生长细胞工程、分子伴侣工程、翻译后加工这些策略来提高表达产量。
4.1抗凋亡由于细胞培养对环境敏感，而压力状态，如营养缺乏、停止提供生长因子、氧气有限、毒性代谢物积累、渗透压下降、剪切力水平过高，会诱导细胞凋亡，最终影响目标蛋白的产量。
非遗传方法是抗凋亡最容易实现的方法，包括增加周期性补充营养物质、使用半乳糖而不是葡萄糖作为碳源、使用核苷酸，如腺苷酸。其他策略包括抗凋亡基因的过表达。已经测试的抗凋亡基因有Bcl-2，Bcl-xL，30Kc6，Aven，XIAP,CrmA和E1b-19K,这些基因同时还可以提高细胞密度和蛋白测定浓度。此外，可以使用抗凋亡的化学物质suramin，N-actylcsteine（NAC）等。caspase-3在细胞凋亡中起着重要作用，通过反义技术下调该蛋白的表达可用于抗凋亡。但这种效应只是一时的，因为当一个效应因子被下调时，细胞倾向于代偿性上调表达其他效应因子。另一种策略是通过抑制细胞周期进展，进而降低细胞死亡，增加细胞活率和蛋白表达量。
4.2代谢工程学